Кошки и углеводы

Кошки и углеводы

Иллинойский университет
Колледж ветеринарной медицины
Кафедра ветеринарной клинической медицины
Урбана, Иллинойс
E.mail: mhoenig@illinois.edu


СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
ГК: Глюкокиназа
ГТ5: Глюкозный транспортер 5
ВВТТГ: Внутривенный тест на толерантность к глюкозе
НГТ1: Натрий-глюкозный транспортер 1

Введение

Физиология кошек в отношении метаболизма углеводов во многом схожа с физиологией других млекопитающих, но имеет ряд ключевых отличий. Кошки являются исключительно плотоядными животными, поэтому их естественный рацион состоит в основном из жиров и белков, а также небольшого количества углеводов. Птица или мышь состоит примерно из равного количества жиров и белков и содержат менее 5 % углеводов. Коммерческие диеты, однако, содержат в среднем 33% углеводов в сухих кормах и 15% углеводов в консервах (Форресте Д. с соавт. Заявление консенсуса. ACVIM. 2011). У кошек существуют особенности метаболизма, которые могут свидетельствовать о том, что они плохо приспособлены к перевариванию углеводов корма. Именно по этим причинам в популярной и научной литературе уже давно обсуждается, что углеводы приводят к развитию ожирения и сахарного диабета. Предположение заключается в том, что потребление большого количества углеводов вызывает перепроизводство инсулина, что приводит к избыточному отложению жировой ткани и ожирению. Потребление большого количества углеводов является причиной индуцирования хронической гипергликемии, которая увеличивает потребность бета-клеток (поджелудочной железы) секретировать инсулин, это сопровождается поражением бета-клеток и приводит к развитию диабета. В этой статье мы рассмотрим научную обоснованность этих особенностей у кошек, сосредоточив внимание на механизмах физиологии, участвующих в потреблении углеводов.

1. Физиология вкуса, переваривания и усвоения углеводов

Рецепторы сладкого вкуса у большинства млекопитающих представляют собой гетеромеры, состоящие из белков T1R2 и T1R3. У кошек T1R3 является экспрессивным и таким образом функциональным рецептором, тогда как T1R2 является невыраженным псевдогеном. Поскольку у кошек отсутствуют функциональные рецепторы к сладкому, их не привлекает и не отталкивает вкус сладких углеводов и высокоинтенсивных подсластителей, таких как сахарин и цикламат, но они избегают раздражителей, которые обладают горьким или кислым вкусом для человека. 1

У кошек также отмечается недостаточная выработка слюнной амилазы, фермента, участвующего в первичном переваривании крахмала. Однако эффективность слюнной амилазы неизвестна, потому что амилаза одновременно обнаруживается в поджелудочной железе кошек и химусе. 2 По сравнению с собаками, активность кишечных дисахаридаз, таких как сахараза и мальтаза, у кошек снижена, при этом активность лактазы ниже в некоторых отделах тонкого кишечника у кошек, но намного выше, чем у собак в других отделах. 3 Несмотря на эти различия, кошки способны переваривать обработанный крахмал и различные углеводы с доказанной усвояемостью >94% в одном исследовании 4 и от 89 до 100% - в другом. 5

В кишечнике такие сахара как глюкоза и галактоза, расщепленные дисахаридазой, поглощаются энтероцитами против электрохимического градиента с помощью натрий-глюкозного транспортера 1 (НГТ1), тогда как фруктоза всасывается путем облегченной диффузией с глюкозным транспортером 5 (ГТ5). Но все они доставляются в кровь ГТ2, транспортером глюкозы с высокой-Km (константой Михаэлиса) и низкой аффинностью, обладающим характеристиками, аналогичными ГТ2 в печени, поджелудочной железе и почках. Многие виды могут регулировать способность кишечника поглощать глюкозу в ответ на высокие концентрации пищевых углеводов. 3,6-9

В исследовании Баддингтона и соавторов 6 было показано, что кошки не способны регулировать всасывание сахара в кишечнике. Однако результаты этого исследования необходимо оценивать с осторожностью, потому что выборка испытуемых животных была небольшой (два и три в группе на высокобелковой и высокоуглеводной диетах, соответственно), и это были кошки только 3-х месячного возраста. Батчелор и соавторы показали, что кошки экспрессируют ГТ1, и они предположили, что уровень ГТ1 был достаточным для поглощения того количества углеводов, который содержался в их повседневной диете. 3 Группа авторов также установила, что субъединица рецептора сладкого T1R2 не обладала экспрессией в кишечнике кошек, ограничивая способность регулировать транспорт сахаров при их повышенном потреблении.

Хотя они пришли к выводу, что эта несостоятельность в регуляторной способности кишечника транспортировать глюкозу предполагает, что высокоуглеводные диеты непригодны для кошек, но они не подтвердили, что кошки не могут регулировать транспорт глюкозы. Авторы показали, что Vmax углеводов у кошек составил около 50% от Vmax у собак. Однако у кошек аффинность к глюкозе была выше. Из этого или других исследований невозможно сделать вывод, какая концентрация сахаров должна присутствовать в просвете тонкой кишки после приема углеводсодержащих диет, чтобы превысить Vmax, и будет ли такая концентрация достигнута с помощью доступных коммерческих диет. Насколько мне (автору) известно, в настоящее время не существует никакой информации в этой области.

2. Физиология фосфорилирования глюкозы: недостаток глюкокиназы у кошек

Глюкокиназа - это высокоактивный, низкоаффинный, глюкозо-фосфорилирующий фермент, который имеет Km для глюкозы приблизительно 10 ммоль / л и присутствует в мозге, печени, бета-клетках и кишечном тракте у людей и большинства других позвоночных. Этот фермент также называют глюкозосенсором в бета-клетках и головном мозге, потому что он является ферментом, ограничивающим скорость высвобождения инсулина и нейромедиаторов. 10,11 У кошек недостаточное количество глюкокиназы, однако активность других гексокиназ, которые имеют более высокое сродство к глюкозе, чем глюкокиназа, и других ферментов в гликолитическом пути регулируется. 12-14

Что касается секреции инсулина, отсутствие бета-клеточной глюкокиназы может напомнить диабет зрелого возраста молодого типа 2 (MODY2) у людей, который характеризуется легкой или тяжелой гипергликемией, в зависимости от мутации гена GK. 15 Здоровые кошки, однако, не проявляют стойкой гипергликемии. На самом деле, у кошек концентрация глюкозы натощак не отличается от таковой у людей или других млекопитающих, и они способны очень быстро реагировать на внутривенное или пероральное введение глюкозы с высвобождением инсулина. 16,17

Фенотипически существует большое сходство в инсулиновой реакции кошек с другими видами, в том числе и в характере секреции инсулина. Было высказано предположение, что клиренс глюкозы, по-видимому, задерживается у кошек по сравнению с собаками, 18 оно основывается на двух исследованиях, в которых собакам и кошкам вводилась высокая доза глюкозы (1 г/кг массы тела) при проведении внутривенного теста на толерантность к глюкозе (ВВТТГ), при этом возвращение глюкозы к исходному уровню наблюдалось у собак через 60 минут 19, а у кошек через 90 минут. 16 Реакция на введение более низких доз глюкозы, однако, кажется подобной среди кошек, собак и людей, 16, 20, 21 хотя в одном исследовании было показано, что при использовании дозы глюкозы 500 мг/кг исходные уровни глюкозы через 60 минут достигнуты не были. Вариации значений глюкозы в этом исследовании были значительными в течение последнего часа тестирования и варьировали от тяжелых гипогликемических (12 мг/дл) до гипергликемических значений (223 мг/дл). 22 Вполне возможно, что у кошек высокая доза ВВТТГ приводит к ослаблению активности инсулин-рецепторной киназы и сигнальных путей, участвующих в инсулин-опосредованном поглощении глюкозы, что приводит к задержке нормализации клиренса глюкозы. 23,24 Однако, поскольку утилизация глюкозы является не только функцией секреции инсулина и инсулин-зависимого поглощения глюкозы, но также включает поглощение глюкозы инсулин-независимыми средствами и ее элиминацию через почки, другие механизмы могут способствовать более медленному клиренсу при высоких концентрациях глюкозы.

Концентрации инсулина не следует сравнивать между кошками и другими видами в количественном отношении из-за отсутствия специфического теста на содержание инсулина у кошек. Опираясь на качественную реакцию инсулинового ответа на стимуляцию глюкозой, предполагается, что кошки хорошо компенсируют недостаток глюкокиназы. Мы также можем предположить, что недостаток печеночной глюкокиназы компенсируется повышением регуляции активности других гексокиназ, так как было выявлено, что гипергликемия у животных также является клиническим признаком изолированного дефицита печеночной глюкокиназы, 25 и частично обусловлена нарушением синтеза печеночного гликогена. 26 В [27] установлено, что содержание гликогена в печени кошек аналогично содержанию гликогена в печени человека 27 и за исключением глюкокиназы, дефицит других гексокиназ, которые отвечают за основную часть периферического поглощения глюкозы, не был описан.

Исследование Карри и его коллег 28 часто цитируется как доказательство того, что реакция бета-клеток у кошек отличается от реакции других видов, и что высвобождение инсулина происходит интенсивнее с аминокислотами, чем с глюкозой. Однако результаты этого исследования показывают, что после введения низкой дозы глюкозы секреция инсулина выше в течение первой фазы, тогда как вторая фаза в равной степени стимулируется аминокислотами или низкой дозой глюкозы. Хотя авторы пришли к выводу, что аминокислоты являются более мощными секретагогами выработки инсулина у кошек по сравнению с другими видами, такой вывод является неоднозначным при использовании различных концентраций аминокислот без глюкозы или при отсутствии аминокислот в перфузионной среде. Кроме того, не было предпринято никаких попыток установить зависимость эффекта «доза-реакция" для аминокислот или глюкозы.

3. Физиология метаболизма глюкозы: кошки могут адаптироваться к различным макронутриентам

Представление о том, что кошки не способны регулировать свой метаболизм и всегда являются глюконеогенными животными, основано, в первую очередь, на результатах исследования Роджерса и др. (1977), в которой три кошки питались низко - или высокобелковой пищей и не обладали способностью адаптировать уровни ферментов, регулирующих катаболизм аминокислот, глюконеогенез и уреагенез. 29 Другое исследование также показало, что глюконеогенная способность кошек на высокобелковой диете была уже высокой после приема корма и никакого дальнейшего ее увеличения не наблюдалось во время голодания: однако, в том же исследовании было выявлено, что кошки обладают метаболической гибкостью, подобно всеядным животным, при их кормлении диетой с более высоком содержанием углеводов, а также у них возрастает глюконеогенез при голодании.

Еще одним признаком того, что кошки могут регулировать свой метаболизм был тот факт, что кошки на высокоуглеводной диете имеют более высокие отложения гликогена и более низкую активность фосфоенолпируваткиназы, чем кошки на высокобелковой диете. 30 Результаты других исследований также подтверждают идею о том, что кошки могут адаптироваться к изменениям содержания макронутриентов в рационе. В нескольких исследованиях было показано, что кошки могут адаптироваться к повышенному содержанию белка путем увеличения окисления аминокислот и активации родственных ферментов; 31-33 другие исследователи выявили, что кошки могут адаптироваться к различным концентрациям пищевых жиров. 34

В нашей лаборатории мы также установили, что кошки проявляют метаболическую гибкость и корректируют скорость окисления глюкозы, гликогенеза и липогенеза. 35 У котов с небольшой упитанностью коэффициент дыхательного обмена повышался до 1 и более во время гиперинсулинемического эугликемического зажима (клэмпа), это указывает на то, что такие кошки могут пополнять свои запасы гликогена и липидов в ответ на инсулин. В недавнем исследовании в нашей лаборатории мы показали разницу между печеночными показателями глюкозы при измерении натощак и в постпрандиальном состоянии, при этом отмечен незначительный эффект от различных диет, вероятно, потому, что их различия в составе макронутриентов не были большими. 27 Мы также показали, что величина постпрандиального глюконеогенеза и гликогенолиза у кошек не отличается от значений, наблюдаемых у людей. Через 6 часов после приема пищи гликогенолиз у кошек вносил около 45 % в общую выработку глюкозы, а глюконеогенез около 55%; у людей, после приема пищи в 1000 ккал, практически схожие значения наблюдались примерно в тот же постпрандиальный период, 36 демонстрируя важность глюконеогенеза даже в постпрандиальном состоянии людей, употребляющих разнообразную пищу.

4. Физиология встречается с патологией?

Было проведено несколько исследований концентрации инсулина и глюкозы после еды. К сожалению, большинство из них не были выполнены слепым методом и поэтому могут обладать предвзятостью. По очевидным причинам, включая различия в ингредиентах и производстве, а также количество ккал (т. е. процент суточной потребности в пище), трудно сравнивать исследования с разными диетами. В одном исследовании различные количества крахмала приводили к дозозависимому повышению уровня глюкозы, но даже при самом высоком содержании крахмала (34% сухого вещества) концентрация глюкозы оставалась в пределах нормального диапазона концентрации глюкозы у кошек. 37 Аналогично, при исследовании различных источников углеводов концентрация глюкозы оставалась в низком диапазоне нормы. Даже при чрезвычайно высоких уровнях пищевых углеводов, большинство концентраций глюкозы в течение 24-часового периода наблюдения оставались в пределах нормального диапазона глюкозы у кошек с невысокой упитанностью.

В недавней публикации показано, что у кошек глюкоза остается в пределах нормального диапазона в течение 24-часового периода. 39 К сожалению, во многих случаях любое повышение уровня постпрандиальной глюкозы неправильно называют гипергликемией, даже если концентрация глюкозы никогда не превышает нормальных значений. Не было установлено и представляется маловероятным, что подобные нормальные концентрации глюкозы будут иметь пагубные последствия даже в долгосрочной перспективе. Известно, что даже у пациентов с умеренной гипергликемией MODY2 долгосрочный контроль выявил стабильный уровень глюкозы в течение многих лет. Ухудшения наблюдались только тогда, когда эти пациенты набирали избыточный вес. 40

Исследования в области кормления часто требуют, чтобы животные съели рассчитанное количество пищи, которое часто отличается от их повседневных потребностей в течение короткого периода времени и после длительного голодания. Эти требования отличаются от нормального пищевого поведения кошки, и, следовательно могут не отражать того, что соответствует естественному образу жизни кошки. Чтобы преодолеть эту потенциальную ловушку, кошки наблюдались в течение нескольких дней с помощью непрерывной системы мониторинга глюкозы. Было установлено, что суточные колебания концентрации глюкозы были незначительными, при этом как малоупитанные, так и кошки с ожирением, за исключением одной диабетической кошки с лишним весом, сохраняли уровень глюкозы в пределах нижних значения нормального диапазона глюкозы после приема сухой коммерческой диеты с содержанием углеводов 47% от сухого вещества. 39

Исследования, изучающие зависимость увеличения потребления углеводов в рационе питания к повышению постпрандиальной секреции инсулина, не показали последовательных результатов. Было высказано предположение, что более высокая, долгосрочная скорость секреции инсулина приведет к развитию инсулинорезистентности. Сомнительно, что уровень инсулина, вызванный концентрацией глюкозы в пределах нормального диапазона, будет иметь долгосрочные пагубные последствия. Также не было установлено, что диеты с более высоким содержанием углеводов приводят к изменению чувствительности к инсулину. 27,41

Выводы

Главным причиной развития ожирения и сахарного диабета, скорее всего, является не содержание углеводов в рационе, а количество корма, который используют для кормления кошек. В недавнем неопубликованном исследовании мы обнаружили, что подавляющее большинство уже страдающих ожирением и даже диабетом кошек все еще имели неограниченный доступ к пище. Это свидетельствует о том, что существует необходимость повышения образования владельцев относительно кормления своих кошек. Это особенно важно с учетом полученных данных, которые указывают на то, что первоначально, с развитием ожирения, кошки увеличивают скорость своего метаболизма, которая замедляется, когда прирост массы тела составляет >60% и/или ожирение присутствует длительный период.


Список литературы
1. Li X, Li W, Wang H, et al. Cats lack a sweet taste receptor. J Nutr. 2006;136(7 Suppl):1932S-1934S.
2. Kienzle E. Carbohydrate metabolism of the cat. 1. Activity of amylase in the gastrointestinal tract of the cat. J An Physiol An Nutr. 1993;69:92-101.
3. Batchelor DJ, Al-Rammahi M, Moran AW, et al. Sodium/ glucose cotransporter-1, sweet receptor, and disaccharidase expression in the intestine of the domestic dog and cat: Two species of different dietary habits. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 2011;300:R67-R75.
4. Thiess S, Becskei C, Tomsa K, et al. Effects of high-carbohydrate and high-fat diet on plasma metabolite levels and on IV glucose tolerance test in intact and neutered male cats. J Feline Med Surg. 2004;6(4):207-218.
5. de-Oliveira LD, Carciofi AC, Oliveira MC, et al. Effects of six carbohydrate sources on diet digestibility and postprandial glucose and insulin responses in cats. J An Sci. 2008;86(9): 2237-2246.
6. Buddington RK, Chen JW, Diamond JM. Dietary regulation of intestinal brush-border sugar and amino acid transport in carnivores. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 1991;261: R793-R801.
7. Dyer J, Al-Rammahi M, Waterfall L, et al. Adaptive response 22 of equine intestinal Na+/glucose co-transporter (SGLT1) to an increase in dietary soluble carbohydrate. Pflügers Arch. 2009; 458:419-430.
8. Shirazi-Beechey SP, Hirayama BA, Wang Y, et al. Ontogenic development of lamb intestinal sodium-glucose co-transporter is regulated by diet. J Physiol. 1991;437:699-708.
9. Wood IS, Dyer J, Hofmann RR, et al. Expression of the Na+/glucose co-transporter (SGLT1) in the intestine of domestic and wild ruminants. Pflügers Arch. 2000;441:155-162.
10. Matschinsky FM. Perspectives in diabetes. Glucokinase as glucose sensor and metabolic signal generator in pancreatic P-cells and hepatocytes. Diabetes. 1990;39:647-652.
11. Levin BE, Routh VH, Kang L, et al. Neuronal glucosensing: What do we know after 50 years? Diabetes. 2004;53:2521-2528. 12. Ballard FJ. Glucose utilization in mammalian liver. Comp Biochem Physiol. 1965;14:437-443.
13. Arai T, Kawaue T, Abe M, et al. Comparison of glucokinase activities in the peripheral leukocytes between dogs and cats. Comp Biochem Physiol C Pharmacol Toxicol Endocrinol. 1998;120:53-56.
14. Tanaka A, Inoue A, Takeguchi A, et al. Comparison of expression of glucokinase gene and activities of enzymes related to glucose metabolism in livers between dog and cat. Vet Res Comm. 2005;29:477-485.
15. Hussain K. Mutations in pancreatic ß-cell glucokinase as a cause of hyperinsulinaemic hypoglycaemia and neonatal diabetes mellitus. Rev Endocr Metab Disord. 2010;11:179-183.
16. Hoenig M, Alexander S, Holson J, et al. Influence of glucose dosage on interpretation of intravenous glucose tolerance tests in lean and obese cats. J Vet Intern Med. 2002;16:529-532.
17. Hoenig M, Jordan, ET, Ferguson, DC, et al. Oral glucose leads to a differential response in glucose, insulin and GLP-1 in lean versus obese cats. Domest Anim Endocrinol. 2010;38: 95-102.
18. Hewson-Hughes AK, Gilham MS, Upton S, et al. Postprandial glucose and insulin profiles following a glucose-loaded meal in cats and dogs. Br J Nutr. 2011;106(Suppl 1):S101-S104.
19. Church DB. A comparison of intravenous and oral glucose tolerance testing in the dog. Res Vet Sci. 1980;29:353-359.
20. Hahn RG, Ljunggren S, Larsen F, et al. A simple intravenous glucose tolerance test for assessment of insulin sensitivity. Theo Bio and Med Mod. 2011;8:1-12.
21. Kaneko JJ, Mattheeuws D, Rottiers RP, et al. Glucose tolerance and insulin response in diabetes mellitus in dogs. J Sm An Pract. 1977;18:85-94.
22. Appleton DJ, Rand JS, Priest P, et al. Determination of reference values for glucose tolerance, insulin tolerance and insulin sensitivity tests in clinically normal cats. Am J Vet Res. 2001;62: 630-636.
23. Pillay TS, Xiao S, Olefsky JM. Glucose-induced phosphorylation of the insulin receptor: Functional effects and characterization of phosphorylation sites. J Clin Invest. 1996;97:613-620.
24. Olefsky JM., Nolan JJ. Insulin resistance and non-insulindependent diabetes mellitus: cellular and molecular mechanisms. Am J Clin Nutr. 1995;61:980S-986S.
25. Zhang YL, Tan XH, Tan, MF, et al. Establishment of liverspecific glucokinase gene knockout mice: A new animal model for screening anti-diabetic drugs. Acta Pharmacol Sin. 2004;25: 1659-1665.
26. Gilberto Velho G, Petersen KF, Perseghin G, et al. Impaired hepatic glycogen synthesis in glucokinase-deficient (MODY-2) subjects J Clin Invest. 1996;98:1755-1761.
27. Hoenig M, Jordan ET, Glushka J, et al. Effect of macronutrients, age and obesity on 6- and 24-h postprandial glucose metabolism in cats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 2011;301:R1798-R1807.
28. Curry DL, Morris JG, Rogers QR, et al. Dynamics of insulin and glucagon secretion by the isolated perfused cat pancreas. Comp Biochem Physiol. 1982;72A:333-338.
29. Rogers QR, Morris JG, Freedland RA. Lack of hepatic enzymatic adaptation to low- and high-dietary protein in the adult cat. Enzyme. 1977;22:348-356.
30. Kettelhut IC, Foss MC, Migliorini RH. Glucose homeostasis in a carnivorous animal (cat) and in rats fed a high-protein diet. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 1980;239:R437-R444.
31. Russell K, Lobley GE, Millward DJ. Whole-body protein turnover of a carnivore, Felis silvestris catus. Br J Nutr. 2003; 89:29-37. 23 24
32. Russell K, Murgatroyd PR, Batt RM. Net protein oxidation is adapted to dietary protein intake in domestic cats (Felis silvestris catus). J Nutr. 2002;132:456-460.
33. Green AS, Ramsey JJ, Villaverde C, et al. Cats are able to adapt protein oxidation to protein intake provided their requirement for dietary protein is met. J Nutr. 2008;138:1053-1060.
34. Lester T, Czarnecki-Maulden G, Lewis D. Cats increase fatty acid oxidation when isocalorically fed meat-based diets with increasing fat content. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 1999; 277:R878-R886.
35. Hoenig M, Thomaseth K, Waldron M, et al. Fatty acid turnover, substrate oxidation, and heat production in lean and obese cats during the euglycemic hyperinsulinemic clamp. Domest Anim Endocrinol. 2007;32:329-338.
36. Petersen KF, Price T, Cline GW, et al. Contribution of net hepatic glycogenolysis to glucose production during the early postprandial period. Am J Physiol. 1996;270(1 Pt 1):E186-E191.
37. Hewson-Hughes AK, Gilham, MS, Upton S, et al. The effect of dietary starch level on postprandial glucose and insulin concentrations in cats and dogs. Br J Nutr. 2011;106:S105-S109.
38. Coradini M, Rand JS, Morton JM, et al. Effects of two commercially available feline diets on glucose and insulin concentrations, insulin sensitivity and energetic efficiency of weight gain. Br J Nutr. 2011;106(Suppl 1):S64-S77.
39. Hoenig M, Pach N, Thomaseth K, et al. Evaluation of longterm glucose homeostasis in lean and obese cats using continuous glucose monitoring. Am J Vet Res. 2012;73:1100-1106.
40. Martin D, Bellanné-Chantelot C, Froguel P, et al. Long-term follow-up of oral glucose tolerance test–derived glucose tolerance and insulin secretion and insulin sensitivity indexes in subjects with glucokinase mutations (MODY2). Diab Care. 2008;31(7): 1321-1323.
41. Kley S, Hoenig M, Glushka J, et al. The impact of obesity, sex, and diet on hepatic glucose production in cats Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 2009;296:R936-R943.
42. Hoenig M, Pach N, Thomaseth K, et al. Cats differ from other species in their cytokine and antioxidant enzyme response when developing diabetes. Obesity. doi:10.1002\oby.20306. (Epub ahead of print)